ДИНАМІКА ВМІСТУ НЕГЕМОВОГО ЗАЛІЗА В МІОКАРДІ ТА АКТИВНІСТЬ ГЕМОКСИГЕНАЗИ В УМОВАХ ГІПЕРЕРГІЧНОГО ВПЛИВУ
DOI:
https://doi.org/10.32782/naturaljournal.9.2024.1Ключові слова:
адреналін, гемоксигеназа, негемове залізо, міокард, оксидативний стресАнотація
Ферум є головним елементом транспорту газів кров’ю, входить до складу антиоксидантних ферментів клітини. Вільне залізо, яке не є зв’язаним з білками або іншими молекулами, може бути хімічно активним і відігравати різні ролі у клітинах та тканинах. Однак, його висока хімічна активність може також призводити до утворення вільних радикалів, що може пошкодити клітини та спричинити окислювальний стрес. В метаболізмі серця, де вільні радикали та окислювальний стрес можуть бути шкідливими, контроль за вільним залізом є дуже важливим. Організм використовує різні механізми для керування рівнем вільного заліза, такі як залізозв’язуючі білки та антиоксиданти, щоб забезпечити правильний баланс і запобігти можливим пошкодженням. Досліджували динаміку вмісту негемового заліза в міокарді в умовах «адреналінового удару». На початку, в середині та наприкінці експерименту, визначали кількість негемового заліза у міокарді та плазмі крові. Одночасно з’ясовували вміст малонового діальдегіду, дієновихкон’югатів, супероксиддисмутази, каталази, відновленого глутатіону та активність гемоксигенази. Вміст негемового заліза у міокарді до кінця експерименту знижувався на тлі посилення активності гемоксигенази-1. Разом з тим, рівень негемового заліза у плазмі крові збільшувався. Одночасно збільшилися показники маркерів оксидативногострессу у плазмі крові – малоновиго діальдегіду та дієнових кон’югатів. Рівень антиоксидантного ферменту супероксиддисмутази знижувався, під кінець експерименту спостерігалося відновлення його рівня. Подібна тенденція спостерігалася при визначення рівня відновленого глутатіону. Зазначені результати вказують на те, що в умовах метаболічного пошкодження міокарду відбувається активізація гемоксигеназного захисту від надмірного накопичення негемового заліза що захищає серце від розвитку оксидативного стресу. Проте, у плазмі крові збільшується рівень активного заліза, яке призводить до посилення оксидативного стресу в крові, відбувається підвищення вмісту маркерів оксидативного стресу на тлі зниження показників антиоксидантних ферментів. Під кінець експерименту відбувається стабілізація рівня антиоксидантної системи крові.
Посилання
Aebi H. Oxygen radicals in biological systems. Methods. Enzymol. 1984. № 105 (1947). P. 121–126.
Ayala A., Muñoz M.F., Argüelles S. Lipid peroxidation: production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal. Oxidative medicine and cellular longevity. 2014. 360438. https://doi.org/10.1155/2014/360438.
Babior B.M., Kipnes R.S. Oxidation of epinephrine by a cell-free system from human granulocytes. Blood. 1976. № 47 (3). p. 461–471.
Balla J., Vercellotti G.M., Jeney V., Yachie A., Varga Z., Eaton J.W., Balla G. Heme, heme oxygenase and ferritin in vascular endothelial cell injury. Molecular nutrition & food research. 2005. № 49 (11). p. 1030–1043. https://doi.org/10.1002/mnfr.200500076.
Bannister J.V., Calabrese L. Assays for superoxide dismutase. Methods of biochemical analysis. 1987. № 32. P. 279–312. https://doi.org/10.1002/9780470110539.ch5.
Beschasnyi S.P. CORM-2 affects level of malondialdehyde and expression of myocardial markers PTGS2, ANP, BNP, MVH7 under induced ferroptosis. Prirodničij alʹmanah. Serìâ: bìologìčnìnauki, 2022. № 32. P. 47–54. https://doi.org/10.32999/ksu2524-0838/2022-32-5.
Beschasnyi S.P., Hasiuk O.M. The carbon monoxide donor, topiramate, and blockers of aquaporine receptors decrease myocardial ischemia-reperfusion injiry. Fiziologichnyi Zhurnal. 2021. № 67 (5). p. 30–38. https://doi.org/10.15407/fz67.05.030.
Beschasnyi S.P., Hasiuk O.M. Carbon Monoxide and Their Donor (CORM-2) Change the Healing Rate of Skin Wound Healing in Mice Through Reduced Expression of Aquaporin-3. Fabad Journal of Pharmaceutical Sciences. 2023. № 48.1. p. 1–10. https://doi.org/10.55262/fabadeczacilik. 1095369.
Bettiol A., Galora S., Argento F.R., Fini E., Emmi G., Mattioli I., Bagni G., Fiorillo C., Becatti M. Erythrocyte oxidative stress and thrombosis. Expert reviews in molecular medicine. 2022. № 24, e31. https://doi.org/10.1017/erm.2022.25.
Blair I.A. Endogenous glutathione adducts. Current drug metabolism. 2006. № 7 (8). P. 853–872. https://doi.org/10.2174/138920006779010601.
Blair I.A. Analysis of endogenous glutathione-adducts and their metabolites. Biomedical chromatography: BMC. 2010. № 24 (1). P. 29–38. https://doi.org/10.1002/bmc.1374.
Bozza M.T., Jeney V. Pro-inflammatory Actions of Heme and Other Hemoglobin-Derived DAMPs. Frontiers in immunology. 2020. № 11. P. 1323. https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.01323.
Chiabrando D., Vinchi F., Fiorito V., Mercurio S., Tolosano E. Heme in pathophysiology: a matter of scavenging, metabolism and trafficking across cell membranes. Frontiers in pharmacology. 2014. № 5. P. 61. https://doi.org/10.3389/fphar.2014.00061 [in English].
Draper H.H., Squires E.J., Mahmoodi H., Wu J., Agarwal S., Hadley M. A comparative evaluation of thiobarbituric acid methods for the determination of malondialdehyde in biological materials. Free radical biology & medicine. 1993. № 15 (4). P. 353–363. https://doi.org/10.1016/0891-5849(93)90035-s.
Duarte T.L., Neves J.V. Measurement of Tissue Non-Heme Iron Content using a Bathophenanthroline-Based Colorimetric Assay. Journal of visualized experiments: JoVE. 2022. 179. https://doi.org/10.3791/63469.
Fuhrmann D.C., Brüne B. A graphical journey through iron metabolism, microRNAs, and hypoxia in ferroptosis. Redox biology. 2022. № 54. 102365. https://doi.org/10.1016/j.redox.2022.102365.
Graça-Souza A.V., Arruda M.A., de Freitas M.S., Barja-Fidalgo C., Oliveira P.L. Neutrophil activation by heme: implications for inflammatory processes. Blood. 2022. № 99 (11). P. 4160–4165. https://doi.org/10.1182/blood.v99.11.4160.
Khan A.A., Quigley J.G. Control of intracellular heme levels: heme transporters and hemeoxygenases. Biochimica et biophysicaacta. 2011. № 1813 (5), p. 668–682. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2011.01.008.
King R.F., Brown S.B. The mechanism of haem catabolism. A study of haem breakdown in spleen microsomal fraction and ina model system by 18O labelling and metal substitution. The Biochemical journal. 1978. № 174 (1). P. 103–109. https://doi.org/10.1042/bj1740103.
Kumar S., Bandyopadhyay U. Free heme toxicity and its detoxification systems in human. Toxicology letters. 2005. № 157 (3). P. 175–188. https://doi.org/10.1016/j.toxlet.2005.03.004 [in English].
Miguel L.I., Leonardo F.C., Torres L.S., Garcia F., Mendonça R., Ferreira W.A. Jr., Gotardo É.M.F., Fabris F.C.Z., Brito P.L., Costa F.F., Conran N. Heme induces significant neutrophil adhesion in vitro via an NFκB and reactive oxygen species-dependent pathway. Molecular and cellular biochemistry. 2021. № 476 (11). P. 3963–3974. https://doi.org/10.1007/s11010-021-04210-5.
Monteiro A.P., Pinheiro C.S., Luna-Gomes T., Alves L.R., Maya-Monteiro C.M., Porto B.N., Barja-Fidalgo C., Benjamim C.F., Peters-Golden M., Bandeira-Melo C., Bozza M.T., Canetti C. Leukotriene B4 mediates neutrophil migration induced by heme. Journal of immunology (Baltimore, Md.: 1950). 2011. № 186 (11). P. 6562–6567. https://doi.org/10.4049/jimmunol.1002400.
Müllebner A., Moldzio R., Redl H., Kozlov A.V., Duvigneau J.C. Heme Degradation by Heme Oxygenase Protects Mitochondria but Induces ER Stress via Formed Bilirubin. Biomolecules. 2015. № 5 (2). P. 679–701. https://doi.org/10.3390/biom5020679.
Pautler R.G. Mouse MRI: concepts and applications in physiology. Physiology (Bethesda, Md.). 2004. 19. P. 168–175. https://doi.org/10.1152/physiol.00016.2004.
Rother R.P., Bell L., Hillmen P., Gladwin M.T. The clinical sequelae of intravascular hemolysis and extracellular plasma hemoglobin: a novel mechanism of human disease. JAMA. 2015. № 293 (13). P. 1653–1662. https://doi.org/10.1001/jama.293.13.1653.
Santambrogio P., Biasiotto G., Sanvito F., Olivieri S., Arosio P., Levi S. Mitochondrial ferritin expression in adult mouse tissues. The journal of histochemistry and cytochemistry: official journal of the Histochemistry Society. 2007. № 55 (11). P. 1129–1137. https://doi.org/10.1369/jhc.7A7273.2007.
Sies H. Oxidative stress: a concept in redox biology and medicine. Redox biology. 2015. № 4. P. 180–183. https://doi.org/10.1016/j.redox.2015.01.002 [in English].
Sokolenko V.L., Sokolenko S.V. Parameters of lipid and oxidative-antioxidant status in persons aged 18-23 from radiation-contaminated areas under conditions of moderate physical activity. Physical Education of Students. 2020. № 24 (5). p. 293–303. https://doi.org/10.15561/20755279.2020.0506.
Stamenkovic A., Pierce G.N., Ravandi A. Phospholipid oxidation products in ferroptotic myocardial cell death. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 2019. № 317 (1). P. H156–H163. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00076.2019.
Todd G.L., Baroldi G., Pieper G.M., Clayton F.C., Eliot R.S. Experimental catecholamine-induced myocardial necrosis. I. Morphology, quantification and regional distribution of acute contraction band lesions. Journal of molecular and cellular cardiology. 1985. № 17 (4). P. 317–338. https://doi.org/10.1016/s0022-2828(85)80132-2.
Theil E.C. Ferritin: the protein nanocage and iron biomineral in health and in disease. Inorganic chemistry. 2013. № 52 (21). P. 12223–12233. https://doi.org/10.1021/ic400484n.
Tsikas D. Assessment of lipid peroxidation by measuring malondialdehyde (MDA) and relatives in biological samples: Analytical and biological challenges. Analytical biochemistry. 2017. № 524. P. 13–30. https://doi.org/10.1016/j.ab.2016.10.021.
Wagener F.A., Eggert A., Boerman O.C., Oyen W.J., Verhofstad A., Abraham N.G., Adema G., van Kooyk Y., de Witte T., Figdor C.G. Heme is a potent inducer of inflammation in mice and is counteracted by heme oxygenase. Blood. 2001. № 98 (6). P. 1802–1811. https://doi.org/10.1182/blood.v98.6.1802.
