АКТИВНІСТЬ КЛЮЧОВИХ ЕНЗИМІВ АЗОТНОГО МЕТАБОЛІЗМУ ТА ВМІСТ ПОЛІФЕНОЛІВ TRITICOSECALE L. ЗА ДІЇ РІДКИХ КОМПЛЕКСНИХ ПРЕПАРАТІВ

Автор(и)

  • О. Ф. Чечуй Державний біотехнологічний університет https://orcid.org/0000-0002-8514-397X
  • В. Ю. Крикунова Полтавський державний аграрний університет

DOI:

https://doi.org/10.32782/naturaljournal.9.2024.29

Ключові слова:

тритикале, кадмію хлорид, експериментальні добрива, сукцинат, метиламін, амінотрансферази, глутаматдегідрогеназа, фенольні сполуки, ТБК-реактивні продукти

Анотація

Одним із важливих метаболічних шляхів функціонування рослинного організму є азотний метаболізм, у зв’язку з чим завданням даної роботи є з’ясування біологічної дії його проміжних сполук, а саме – органічних кислот та амінів (як у монодії, так й у складі рідких комплексних добрив) на активність ключових ензимів азотного метаболізму, вміст фенольних сполук, ТБК-реактивних сполук, хлорофілу та аміачного азоту в листках Triticosecale L. на стадії початку кущіння. В експериментах використано методи центрифугування, титрування, спектрофотометрії та фотоколориметрії. Виявлено, що дія препарату Аватарм-2-с підвищує активність АsАТ та АlАТ відповідно у 3,88 та 4,12 разів, а GDH лише на 19 %. Дія досліджених в роботі органічної кислоти та аміну на активність вищенаведених ключових ензимів азотного метаболізму свідчить про специфіку відповідних хімічних реакцій. Так, за дії сукцинату натрію збільшувалась активність АsАT (у 4,2 рази) та АlАТ (у 2,8 разів), а показник активності GDH не змінювався відносно контрольних значень. Дія препарату Аміномікс у поєднанні з метиламіном призвела до збільшення активності трансаміназ відповідно у 3,9 та 4,2 рази, однак активність дегідрогенази за дії цього препарату знижуваласьу 1,7 рази відносно контролю. Водночас, метиламін викликав збільшення активності АsАТ та АlАТ на 48,3% та 37,5% відповідно. З’ясовано, що дія препарату Аміномікс у поєднанні з метиламіном обумовлює зниження активності GDH у середньому на 34,6%. Щодо оцінки рівня ТБК-активних продуктів за дії препаратів Аватарм- 2-с та «авакамм-1-с-експ», то з’ясовано більш істотне підвищення показників за дії другого препарату (в середньому у 3,8 рази), порівняно із першим, дія якого викликала збільшення вмісту ТБК-активних продуктів у 1,9 рази. Проте, вміст фенольних сполук не корелював із збільшенням вмісту ТБК-активних продуктів за дії препарату «авакамм-1-с-експ», що свідчить про стабілізуючу дію компонентів препарату. Препарат Аміномікс у поєднанні з метиламіном збільшує вміст фотосинтетичного пігменту у середньому в 3,2 рази, причому монодія метиламіну виявляється у більш істотному підвищенні цього показника. Досліджені рідкі комплексні препарати як у формі хелатованих карбоксилатів біогенних мікроелементів, так й мінеральних елементів у йоній формі на показники, можуть застосовуватись як адаптогени за негативних умов агровиробництва. Результати проведеної роботи можуть бути використані у розробці нових сучасних добрив певної біологічної дії на рослин за станів розбалансування хімічних сполук в системі ґрунт-рослина.

Посилання

Землеробство: підручник / І.Д. Примак та ін. Київ : Центр навчальної літератури, 2020. 578 с.

Камінський В.Ф., Сайко В.Ф., Сушко М.В. Наукові ефекти використання виробничих ресурсів у різних моделях технологій використання зернових культур: монограф. Київ : Вініченко, 2017. 580 с.

Косінов М.В., Каплуненко В.Г. Пат. 49050 Україна МПК 2009, С07С 51-41, В82В3/000.

Спосіб Каплуненка – Косінова отримання карбоксилатів з використанням нанотехнологій. Опубл. 12.04.2019, Бюл. № 7.

Панфілова А.В. Наростання надземної маси та формування врожайності зерна пшениці озимої в умовах південного степу України. Аграрні інновації. 2023. № 17. С. 107–112. https://doi.org/10.32848/agrar.innov.2023.17.

Присядський Ю.Г. Фотосинтез: начально-методичний посібник / уклад. Ю. Г. Присядський. Вінниця : ДоНУ, 2016. 68 с.

Статистика для біологів: навчальний посібник / уклад. Л.О. Антаментова, О.М. Утєвська. Харків : Видавництво «НТМТ», 2014. 331 с.

Babenko L.M., Smirnov O.E., Romanenko K.O., Trunova O.K., Kosakivska I.V. Phenolic compounds in plants: biogenesis and functions. Biochemical Journal. 2019. Vol. 91. № 3. P. 5–18. https://doi.org/10.15407/ubj91.03.005.

Barash I., Sadon T., Mor H. Induction a specific isoenzyme of glutamate dehydrogenase by ammonia in oat leaves. Nature New Biology. 1973. Vol. 244. P. 150–152. https://doi.org/10.1038/newbio24415a0.

Carbajal-Vàzquez N.H., Gómez-Merino F.C., Alcàntar-Gonzàlez E.G. Titanium increases the antioxidant activity and macronutrient concentration in tomato seedling exposed to salinity in hydroponics. Plants. 2022. Vol. 11. № 8. P. 1036–1042. https://doi.org/10.3390/plants11081036.

Dao O., Kuhnet, F., Weber A.P.M., Peltier G., Li-Beisson Y. Physioligical functions of malate shuttles in plant and aldae. Trend in Plant Science. 2022. Vol. 27. I. 5. P. 488–501. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2021.11.007.1

Del Rio L.A., Sandalino L.M., Corpas F.J. Reative oxygen species and reactive nirtogen species in leaves. Production, scavenging, and role in cell signaling. Plant Physiol. 2018. Vol. 241. P. 330–335.

Evans J.R. The nitrogen cost of photosynthesis. Journal of Experimental Botany. 2019. Vol. 10. P. 7–15. https://doi.org/10.1093/jeb/ery366.

Feng H., Fan X., Miller A. J., Xu G. Plant nitrogen uptake and assimilation: regulation of cellular pH homeostasis.Journal of Experimental Botany. 2020. Vol. 71. P. 4386–4392.

Garbowska A., Kwinta J., Bielawski W. Glutine synthetase and glutamate dehydrogenase in triticale seesds: molecular cloning and genes expression.Acta Physiologiae Plantarum. 2012. Vol. 34. P. 2393–2406. https://doi.org/10.007/s11738-012-1085-9.

Grzanka M., Smoleń S., Kovaćik P. Effect of vanadium on the uptake and distribution of organic and inorganic forms of iodine in eweetcorn plants during early-stage development. Agronomy. 2020. Vol. 10. № 11. P. 1666–1674.

Hognes D.M., DeLong Y.M, Forney C.F., Prance R.K. Improving the thiobarbituric acid reactive substrates assay for estimating lipid peroxidation in plant tissue containinf anthocyanin and other interfering compound. Planta. 1977. Vol. 207. P. 604–611.

Husted S., Mattsson M., Hebbern C. A critical experimental evaluation of methods for determination of NH4 + in plant tissue, xylem sap and apoplast acid. Physiologia Plantarum. 2000. Vol. 109. P. 167–179. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2000.100209.x.

Igamberdiev A.U., Bykova N.V. Role of organic acids in the integration of cellular redox metabolism of redox signaling in photosynthetic tissues of higner plants. Free Radical Biology and Medicine. 2018. Vol. 122. P. 74–85. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2018.01.016.

Jeng F., An Y., Zhang H., Zhang M. The effects of La(III) on the peroxidation of membrane lipids in wheat seefling leaves under osmotic stress. Biological Trace Elementary Recearch. 1999. Vol. 69. № 2. P. 141–150. https://doi.org/10.0007/BF02783865.

Kendziorek M., Paszkowski A., Zagdanska B. Differential regulation of alanine aminotransferase homologues by abiotic stress in whaet (Triticum aestivum L.) seedling. Plant Cell Rep. 2012. Vol. 31. P. 1105–117. https://doi.org/10.1007/s00299-012-1231-2.

Lancien M., Gadal P., Hodges M. Enzyme redundancy and the importance 2-oxoglytarate in higner plants ammonium assimilation. Plant Physiological. 2018. Vol. 123. P. 817–824.

López-Bucio J., Nieto-Jacobo M.F., Ramirez-Rodrigues V.V. Organic acids metabolism in plants: from adaptive physiology to transgenic variaties for cultivation in extreme soils. Plant Science. 2001. Vol. 6. № 1. P. 1–13. https://doi.org/10.1016/S0168-9452/00/ 00347-2.

Louis H., Maitera O.N., Boro G., Barminas J.T. Determination of total phenolic content and some selected metals in extracts of Moringa oleifera, Cassia tora, Ocinum gratissimum, Vernolia baldwinii and Telfairia occidentalis plant leaves. World News of Natural Sciences. 2017. Vol. 11. P. 11–18.

Liu Dandan, Wang Kang, Xue Xiaoran, Wen Qiang, Qin Shiwen, Suo Yukai, Liang Mingzhi. The effect of different processing methods on the levels of biogenic amines in Zijuan Tea. Food. 2022. Vol. 11. № 9. Р. 1260–1274. https://doi.org/10.3390/foods11091260.

Maciaga M., Czkop M., Paszkowski A. Biochemical characterization of aspartate aminotransferase allozymes from common wheat. Central European Biological. 2013. Vol. 2. № 12. P. 1183–1193. https://doi.org/10.2478/s11535-013-0240-7.24.

Naczk M., Shahidi F. Phenolic in cereals, fruits and vegetables: occurrence, extraction and analysis. Journal of Pharmacology Biomedical Analyses. 2006. Vol. 41. № 5. Р. 1523–1542.

Reitman S.A., Frenkel S. Colorimetric methods for the determination of serum glutamic oxalactic and glutamic pyruvic transaminas. American Journal Clinical Pathology. 1966. Vol. 28. № 1. P. 56–63.

Shapiro B.S., Stadtman E.R. The regulation of glutamine synthesis in microorganisms. Annual Revieve Microbiology. 1970. Vol. 24. P. 504–522.

Slinkard K., Singleton V.L. Total phenol analyses: automation and comparison with manual methods. Americal Journal Enol. Viticult. 1977. Vol. 28. P. 49–55.

Takeo S. Metabolism of methylamine in the Tea plants (Thea sinensis L.). Biochemical Journal. 1973. Vol. 132. P. 753–763.

Vogt T. Phenylpropanoid biosynthesis. Journal of Molecule Plants. 2018. Vol. 3. № 1. Р. 2–20.

Yan L., Longyu H., Gungliang Z., Qingmei L., Zeping J. Mechanism and application of germanium in plant growth. 2015. Vol. 23. № 8. P. 931–937. https://doi.org/10.13390/j.cnki.cjea.150314.

Yang H., Dong Y., Li M., Jin W., Zhang Y., Fu C. Regulation mechanism of chlorogenic acid accumulation during the floral organ development of Lonicera confuse. International Journal of Agricultural Biology. 2016. Vol. 18. P. 509–514. https://doi.org/10.17957/IjAB/15.0116.

Ye J.Y., Tian W.H., Jin C.W. Nitrogen in plants: from nutrition to the modulation of abiotic stress adaptation. Stress Biology. 2022. Vol. 2. № 4. Р. 518–527.

Xiao С., Fang Y., Wang S., He K. The alleviation of ammonium toxicity in plants. J. Integrative Plant Biol. 2023. Vol. 65. P. 1362–1368. https://doi.org/10.1111/jipb.13467.

##submission.downloads##

Опубліковано

2024-10-22